La stérilisation chez le rat, mâle et femelle

La castration de convenance du rat est pratiquée pour contrôler la population lorsque les mâles et les femelles cohabitent, limiter le comportement de marquage urinaire (baisse de fréquence de marquage d’environ 80 % 2 à 3 semaines après la castration et jusqu’à 97 % 2 mois après la castration), diminuer l’odeur de l’urine et limiter l’agressivité entre les animaux [¹⁸]. Elle est également indiquée lors de tumeurs testiculaires (le plus souvent des leydigomes), pour la prévention ou le traitement des séborrhées sévères, androgéno-dépendantes, et pour la prévention des tumeurs mammaires (incidence des tumeurs mammaires confirmées histologiquement de 25 % chez les rats entiers, mâles et femelles confondus, contre 6 % chez les rats stérilisés entre 90 et 180 jours d’âge) (^{photo 1}) [⁸, ¹³].

L’ovariohystérectomie de convenance des femelles est utile pour contrôler la population. L’intervention est indiquée pour traiter un kyste ou une tumeur ovarienne, un pyomètre, ainsi qu’une tumeur utérine (^{photos 2} et ³). Elle est recommandée pour prévenir les adénomes hypophysaires (incidence de 4 % chez les rates stérilisées contre 66 % chez les rates entières) et les tumeurs mammaires (incidence de 4 % chez les rates stérilisées contre 47 à 83 % chez les femelles entières), ainsi que dans leur traitement (^{photo 4}) [⁸, ¹³]. Il a en effet été prouvé que l’ovariectomie, conjointe à l’exérèse d’une tumeur mammaire, réduit le risque de récidive [⁷, ¹³]. Enfin, la stérilisation semble avoir un effet bénéfique sur le comportement des rates, en réduisant leur anxiété, indépendamment de l’âge auquel l’animal est opéré. Ainsi, une stérilisation à 90 jours est recommandée chez la rate [¹³].

CONSIDÉRATIONS GÉNÉRALES

Une consultation préopératoire est indispensable afin de détecter d’éventuelles contre-indications à l’intervention chirurgicale et d’obtenir le consentement éclairé du propriétaire (la signature d’un contrat de soins est conseillée).

Aucune mise à jeun n’est nécessaire. En effet, celle-ci pourrait conduire à une hypoglycémie. De plus, la conformation anatomique de l’estomac, avec une crête interne qui rigidifie l’ensemble gastrique, rend le vomissement impossible dans cette espèce [¹²].

Chez le rat, il est possible de poser un cathéter intraveineux (24 à 26?G) à la veine céphalique, après scarification cutanée. Cet acte est délicat, mais il est toujours intéressant dans le cadre d’une intervention chirurgicale, afin de respecter les recommandations émises par l’Association européenne d’anesthésie vétérinaire (AVA ou Association of Veterinary Anaesthetists).

La durée de la procédure chirurgicale ne doit pas excéder une quinzaine de minutes afin que le temps anesthésique global (préparation, intervention, réveil) ne dépasse pas 30 minutes, pour les mâles comme pour les femelles. Un laps de temps plus long augmente les risques anesthésiques.

1. Protocole anesthésique

Le rat est prémédiqué avec de la morphine (1 mg/kg, par voie sous-cutanée) et du midazolam (0,5 mg/kg, par voie intramusculaire). Il est ensuite placé dans une boîte à induction, où il est anesthésié à l’aide d’un mélange d’oxygène (100 % à 1 l/min) et d’isoflurane (5 %). L’intubation du rat est réalisable à l’aide d’un cathéter 14 G ou de sondes endotrachéales de laboratoire, mais elle est peu mise en œuvre en pratique vétérinaire (fréquente en laboratoire). L’anesthésie est le plus souvent entretenue au masque, avec une concentration en isoflurane de 2 %. D’autres protocoles sont possibles. Une lubrification cornéenne est nécessaire (de type Ocrygel®) [²-⁴, ¹³].

L’animal anesthésié est placé en décubitus dorsal. Seuls les membres postérieurs sont fixés à la table par une bande adhésive. Les membres antérieurs sont laissés libres ou fixés au masque anesthésique. Il convient de ne pas écarter les membres antérieurs afin de ne pas compromettre la respiration et les mouvements du thorax [²-⁴, ¹³].

2. Précautions péri-opératoires

Une bonne asepsie est requise. Les rongeurs sont fréquemment au contact de leurs excréments dans leurs cages et sont ainsi sensibles aux infections.

Les rats sont très sensibles à l’hypothermie, et il convient de maintenir une température corporelle suffisante durant l’intervention chirurgicale (entre 35,9 et 37,5 °C), à l’aide d’un tapis chauffant ou de bouillottes [⁵]. Il est conseillé de ne pas mettre l’animal directement au contact des sources de chaleur afin de prévenir tout risque de brûlure. Un simple contrôle contre la peau de l’opérateur permet de s’assurer que la température n’est pas trop élevée. L’animal est à placer en couveuse dès la fin de l’opération jusqu’à son réveil complet et la normalisation de sa température corporelle. La couveuse est programmée empiriquement à 29 °C [²-⁴, ¹³].

Des champs transparents aident à surveiller la respiration pendant la procédure (^{photo 5}). Pour les chirurgies de petits mammifères domestiques, l’utilisation de pinces à champ (présentes sur l’ensemble des photos qui illustrent cet article) est déconseillée, car elles sont jugées traumatisantes pour la peau. Il convient d’employer de préférence des champs collants ou de la colle à champ. Le monitoring est réalisé à l’aide d’un oxymètre de pouls placé à l’extrémité distale d’un membre ou à la base de la queue, et d’un électrocardiographe (ECG) positionné de manière conventionnelle (^{photo 6}). Afin de prévenir tout traumatisme cutané, les pinces crocodiles sont accrochées à des aiguilles hypodermiques ou à de simples aiguilles orange qui traversent la peau. De plus, l’alcool étant fortement hypothermisant, la conduction peut être réalisée à l’aide de gel échographique.

Les rongeurs ont tendance à enlever leurs sutures cutanées et sont enclins à l’automutilation sur leurs plaies chirurgicales. Afin de minimiser le risque de complications, il est préférable de réaliser un surjet sous-cutané ou intradermique avec un monofilament résorbable (4-0 à 5-0). Si besoin, il est possible d’ajouter de la colle chirurgicale afin de faciliter l’apposition cutanée. Les surjets intradermiques sont longs à réaliser et de petites incisions sont conseillées. La pose d’agrafes cutanées est une solution alternative. Celles-ci semblent plus résistantes au mâchonnement que les sutures de peau [²-⁴, ¹³].

3. Soins postopératoires

En phase postopératoire, le rat reçoit une analgésie, par exemple à base de méloxicam (1 mg/kg, per os, une fois par jour, pendant 3 à 5 jours) et de buprénorphine (0,05 mg/kg, par voie sous-cutanée, toutes les 6 à 12 heures) [⁵]. Aucune antibiothérapie n’est requise si les règles d’asepsie sont respectées. Il est possible de réhydrater partiellement les animaux par une injection sous­cutanée de chlorure de sodium 0,9 % tiédi. L’animal doit être placé sur un substrat propre, changé quotidiennement. La pose d’un carcan est parfois nécessaire pour prévenir tout risque d’automutilation durant la phase de cicatrisation.

CASTRATION DU RAT

1. Rappels anatomiques

Chez le mâle, le scrotum est bien visible, en position ventro-latérale à l’anus (^{photo 7}). Sa peau est fine et recouverte de poils. Le canal inguinal, de diamètre large (8 à 12 mm), reste ouvert durant toute la vie de l’animal, permettant le passage des testicules d’une position scrotale à une position inguinale. La descente des testicules se fait à l’âge de 30 à 40 jours. Les testicules sont ovales, et la tête et la queue de l’épididyme sont recouvertes de gras, ce qui facilite leur identification lors de castration par voie abdominale (^{photo 8}). Un os pénien est présent dans le pénis, qui est facilement extériorisable. Le rat possède deux paires de glandes prostatiques, dont l’un des lobes se situe le long des deux glandes séminales, arquées et lobulées, et de taille volumineuse [⁶].

2. Choix de la technique opératoire

Plusieurs voies d’abord peuvent être envisagées, notamment abdominale ou scrotale. La voie inguinale est possible, mais peu utilisée en pratique et moins avantageuse que les précédentes.

La voie abdominale est à privilégier [¹⁴, ¹⁶]. Elle présente plusieurs avantages par rapport à la voie scrotale, car elle réduit :

– le risque d’éventration postopératoire (la tunique vaginale est laissée intacte) ;

– la macération et les frottements de la cicatrice contre la litière ;

– l’émission d’urine sur la cicatrice ;

– les risques d’infection, de prurit et de léchage de la cicatrice ;

– le temps opératoire et les risques anesthésiques.

Une étude réalisée chez le cochon d’Inde rapporte également une meilleure cicatrisation et une diminution du risque d’infection lors de castration par voie abdominale, par rapport à la voie scrotale [¹⁰, ¹⁵].

Lorsque la voie scrotale est mise en œuvre, la castration à testicule couvert est conseillée. En effet, la largeur importante de l’anneau inguinal augmente le risque de hernie en cas de castration à testicule découvert, et la tunique vaginale doit alors être obligatoirement suturée [¹⁴, ¹⁶].

3. Description de la castration par voie abdominale

1. Le rat est placé en décubitus dorsal (^{photo 9}).

2. Le plan cutané, puis la ligne blanche sont incisés sur 1 à 1,5 cm à l’aide d’une lame de 11 (^{photo 10}). Les testicules sont repoussés manuellement dans la cavité abdominale par un assistant ou le chirurgien à travers le champ, via une simple pression sur le scrotum. Les testicules, volumineux et entourés de tissu adipeux, se situent alors directement sous la ligne blanche et sont extériorisés aisément à l’aide d’une pince mousse (^{photo 11}). Le ligament fibro-épididymaire est rompu manuellement (^{photo 12}).

3. Après avoir été clampés, le canal déférent et le cône vasculaire sont ligaturés en masse avec un fil tressé résorbable 3-0, puis sectionnés (^{photos 13} et ¹⁴). Après retrait du premier testicule, la même technique est utilisée pour le second.

4. La ligne blanche est ensuite suturée par un surjet simple au fil tressé résorbable (3-0 ou 4-0) (^{photo 15}). Un surjet intradermique est ensuite réalisé pour la peau au monofilament résorbable (4-0 à 5-0). Des points simples de sécurité, des agrafes ou de la colle chirurgicale sont placés par sécurité pour prévenir tout risque de déhiscence par léchage (^{photo 16}) [²-⁴, ¹³].

STÉRILISATION DE LA RATE

1. Rappels anatomiques

L’ovaire droit se situe en regard des vertèbres L4-L5, caudalement au rein droit. L’ovaire gauche atteint L5-L6, caudalement au rein gauche. Les ovaires sont entourés de graisse. L’oviducte est contourné et s’enroule autour de l’ovaire en 10 à 12 boucles. L’utérus est double, et se réunit au niveau du vagin. Comme chez de nombreux mammifères, une anastomose est présente entre l’artère ovarienne (une des branches de l’aorte) et l’artère utérine (une des branches de l’artère iliaque interne) en regard du ligament large. Chez la rate, les orifices urétral et vaginal sont séparés. La seule structure génitale connectée au système urinaire est le clitoris. La femelle possède six paires de glandes mammaires [¹²].

2. Choix de la technique opératoire

L’ovariohystérectomie est la technique la plus utilisée pour la stérilisation de la rate. Elle s’effectue par la ligne blanche et assure une bonne visualisation de l’ensemble de la cavité abdominale.

L’ovariectomie seule est moins souvent pratiquée et requiert une plus grande expérience. En effet, les ovaires sont difficilement visualisables, surtout chez les femelles âgées, car la quantité de gras périrénal augmente. Pour cette opération, deux voies d’abord sont possibles : l’une classique (plus facile et plus rapide), par la ligne blanche, et l’autre par les flancs. L’abord par les flancs permet d’accéder directement à l’ovaire, de s’affranchir des manipulations du tractus digestif et de prévenir tout risque d’éventration. De plus, les incisions sont plus petites et associées à une plus faible morbidité. En raison de la taille de l’animal et de la laxité du ligament suspenseur, une seule incision permet d’atteindre les deux ovaires. Cependant, deux incisions sont préférées afin de réduire le temps opératoire et le temps de cicatrisation [¹⁸].

3. Description de l’ovariohystérectomie par la ligne blanche

1. La femelle est placée en décubitus dorsal (^{photo 17}).

2. Le plan cutané, puis la ligne blanche sont incisés à l’aide d’une lame de 11 sur 2 cm, environ 1 cm en dessous de l’ombilic (^{photo 18}).

3. L’appareil génital est localisé grâce au tissu adipeux du ligament large entourant l’utérus. Les cornes sont alors repérées, puis extériorisées délicatement, en remontant cranialement jusqu’aux ovaires (^{photos 19} et ²⁰).

4. Une pince hémostatique est placée sous l’ovaire, en regard de son ligament suspenseur, puis une ligature en masse au fil tressé résorbable (4-0) est réalisée (^{photos 21} et ²²). En raison de la finesse des structures, le temps de clampage des pôles ovariens entraîne un risque de déchirure et d’hémorragie, et le chirurgien doit redoubler de précautions durant cette étape.

5. Après section des pédicules ovariens, l’utérus est récliné (^{photo 23}). Le ligament suspenseur de l’utérus est disséqué bilatéralement de manière franche, jusqu’au corps utérin. 6. Une pince hémostatique est placée sur le corps de l’utérus, cranialement au col (^{photo 24}). Une ligature transfixante est ensuite effectuée avant la section complète de l’utérus (^{photos 25} et ²⁶). Il convient de prendre garde à ne pas léser la vessie, ventrale à l’utérus.

7. Le plan musculaire est suturé par un surjet simple au fil tressé résorbable (3-0), puis le plan cutané est refermé à l’aide d’un surjet intradermique complété de trois points simples de sécurité réalisés au monofil résorbable (4-0) [²-⁴, ¹³].

4. Description de l’ovariectomie par les flancs

1. La femelle est placée en décubitus latéral gauche ou en décubitus ventral (^{photo 27}).

2. Une incision cutanée longitudinale est alors effectuée à environ 1 cm sous le processus épineux de la troisième vertèbre lombaire, caudalement à la dernière côte.

3. Le tissu sous-cutané est incisé ou dilacéré, puis les plans musculaires sont ponctionnés et dilacérés un à un dans le sens des fibres, et enfin le péritoine.

4. L’ovaire est alors recherché. Il est situé juste ventralement à l’incision (^{photo 28}). Il est alors traité de la même façon que lors d’une laparotomie médiane (^{photo 29}).

5. Avec une seule incision cutanée (d’environ 2 cm), le second ovaire est recherché grâce à la corne utérine, mais il est préférable de réaliser une seconde incision cutanée (de 1 cm) du côté gauche. L’ovaire gauche est traité de même.

6. Après vérification de l’hémostase et de l’intégrité des ovaires, les pédicules sont réintégrés délicatement dans la cavité abdominale et la plaie de laparotomie est suturée. Les plans musculaires sont suturés ensemble, en incluant le péritoine, par un ou deux points en X au fil tressé résorbable (3-0), puis le plan cutané est refermé par un surjet intradermique complété d’un point simple de sécurité, effectués au monofil résorbable (4-0) [¹¹].

LA STÉRILISATION CHIMIQUE, UNE SOLUTION ALTERNATIVE

Comme pour de nombreuses espèces, des implants de desloréline peuvent être utilisés à des fins contraceptives (malgré l’absence d’autorisation de mise sur le marché [AMM] pour le rat).

Chez la rate, plusieurs études démontrent que les implants à 4,7 mg de desloréline interfèrent avec la cyclicité normale de l’animal, suppriment l’œstrus et empêchent la gestation [¹, ⁶, ⁹, ¹⁵]. L’implant induit une baisse significative du taux de 2b-œstradiol et de progestérone, une diminution du volume total ovarien et utérin, ainsi que du nombre de follicules [⁶]. La latence de l’effet contraceptif est évaluée à 2 semaines via des frottis vaginaux [⁹]. La durée de l’effet contraceptif n’a pas encore été déterminée, mais elle est d’au moins 1 an. En effet, aucune femelle n’a conçu durant toute la durée de l’étude, c’est-à-dire la première année qui a suivi la mise en place des implants [¹].

Chez le mâle, l’implant de desloréline est responsable d’une réduction de deux tiers du volume testiculaire et d’une baisse des taux plasmatiques d’hormone lutéinisante (LH) et d’hormone folliculo-stimulante (FSH). De plus, il diminue le pourcentage de gonadotropes dans la glande pituitaire et supprime la sécrétion de FSH. Chez les rats mâles castrés, la suppression du rétrocontrôle négatif exercé normalement par les hormones sexuelles induit l’augmentation de la production de FSH et de LH. Celle-ci est inhibée par l’implant de desloréline [¹⁵, ¹⁷].

Les effets secondaires (évalués chez 38 rats, mâles et femelles) comportent une réaction localisée au site d’implantation (chez 4,8 % des individus), un gain de poids temporaire durant les 2 premières semaines (évalué à environ 21 % pour l’ensemble des animaux), ainsi que des changements de comportement (chez 5,3 % des rats) [⁹, ¹⁵].

Conclusion

La castration par voie abdominale et l’ovario-hystérectomie chez le rat sont des chirurgies facilement réalisables en pratique courante. En plus d’apporter une stérilisation définitive, leur rôle protecteur sur la santé de l’animal (prévention des tumeurs mammaires et hypophysaires, etc.) est un atout majeur que le vétérinaire doit mettre en avant afin de conseiller au mieux le propriétaire et de l’inciter à faire réaliser ces chirurgies de convenance.

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