Les infections à virus lents : maedi-visna et AECV

La famille des rétrovirus inclut des virus enveloppés dont le génome est composé d’un ARN. Elle comprend sept genres, responsables de maladies très diverses chez différents hôtes (voir l’encadré « Rétroviroses des petits ruminants »).

Les rétrovirus se caractérisent par la présence d’une enzyme, la réverse transcriptase, capable de transformer l’ARN viral en ADN proviral (ou provirus). Ce provirus a la propriété de s’insérer dans le génome de la cellule infectée, à l’origine du phénomène de latence.

Étiologie

Le concept de virus responsables de maladies à évolution lente, ou « lentivirus », fut évoqué par Sigurdsson dès 1954 [59], après avoir étudié deux maladies chez le mouton en Islande, une pneumonie progressive (maedi pour essoufflement) et une leuco-encéphalomyélite (visna pour dépérissement), toutes deux imputables à un seul et même virus : le virus du maedi-visna.

L’hypothèse d’une étiologie rétrovirale de l’AECV fut proposée vingt ans plus tard aux États-Unis par Cork et coll. [12], qui avaient décrit chez un jeune chevreau une leuco-encéphalomyélite dont les lésions apparaissaient comparables à celles induites par le MVV chez l’agneau. Le virus fut isolé pour la première fois en 1980 par Crawford et coll. [14] à partir du tissu synovial de chèvres atteintes d’arthrite chronique.

La totalité des génomes du MVV et du CAEV a été séquencée [57, 61]. L’organisation génomique des SRLV comprend les gènes communs à tous les rétrovirus (gag, pol et env), ainsi que des gènes accessoires dont les produits interviennent dans la régulation de l’expression et de la réplication du virus, la modulation de son pouvoir pathogène et de son tropisme. L’analyse de la diversité des SRLV a révélé une situation comparable à celle observée pour les lentivirus des primates (virus d’immunodéficience humaine, ou HIV, et virus d’immunodéficience des singes, ou SIV), caractérisée par une variabilité élevée au sein des cheptels, d’un troupeau ou chez un même animal. Cette variabilité est particulièrement marquée au niveau de la glycoprotéine de surface SU (gp135) [63] et confère au virus le moyen de contourner la réponse immunitaire de l’hôte grâce à l’émergence récurrente de variants antigéniques [10, 38], assurant ainsi la pérennité de l’infection. Les homologies génétiques et antigéniques des SRLV, auxquelles s’ajoutent les similitudes remarquables des maladies induites, conduisent à considérer les virus CAEV et MVV comme une « quasi-espèce » [31, 69].

Pathogénie des infections à lentivirus

Les lentivirus sont essentiellement transmis par voie orale lors de l’ingestion de colostrum et de lait, et par inhalation de sécrétions respiratoires. Le site de réplication initiale du virus chez les animaux nouvellement infectés n’est pas connu. Bien que les cellules phagocytaires mononucléées et, probablement, les cellules dendritiques soient considérées comme les cellules hôtes principales, les cellules épithéliales des glandes mammaires, de la membrane synoviale et du plexus choroïde peuvent également servir de cellule hôte pour les SRLV, ce qui explique à la fois le polymorphisme des symptômes (pneumonie, arthrite, mammite, encéphalite) et les différents modes de transmission du virus. Aucun récepteur pour les SRLV n’a été identifié à ce jour. Les organes cibles du MVV sont, par ordre d’importance : le poumon, la mamelle, les articulations et le cerveau.

Une fois infectés par les lentivirus, les animaux le restent d’une façon permanente sans pouvoir éliminer le virus. Ces virus persistent sous forme latente dans les cellules infectées à l’état de provirus et se répliquent lors de la maturation des monocytes en macrophages au cours de leur passage dans les tissus. Ce stratagème entraîne une colonisation efficace des organes périphériques chez les animaux infectés [43]. Les virus et le système immunitaire de l’hôte infecté assurent ainsi un équilibre dynamique, qui dépend de l’efficacité de la réponse immunitaire et des caractéristiques de la souche virale, conduisant à une charge virale et, en conséquence, à des manifestations cliniques et lésionnelles qui varient énormément d’un animal à l’autre [24]. La plupart des animaux infectés ne développent aucun signe clinique, même si des lésions peuvent être observées chez ces derniers lors d’une autopsie. Les manifestations cliniques, qui se développent après une longue période d’incubation chez environ un tiers des animaux infectés, varient selon la sévérité des lésions dans les organes cibles (voir le ^{tableau 1} « Importance respective des signes cliniques et des lésions chez les ovins et chez les caprins infectés par les lentivirus ») [45].

Sur le plan histopathologique, les lésions sont caractérisées par une infiltration massive de cellules mononucléées (lymphocytes et monocytes/macrophages) dans des structures qui rappellent les follicules lymphoïdes. Elles augmentent de taille au cours du temps, et présentent des signes dégénératifs de nécrose ou de fibrose dans les phases terminales.

La réponse immunitaire, qui n’élimine pas le virus, peut contribuer en revanche à la formation et à l’extension des lésions. L’équilibre délicat entre protection et immunopathologie dépend du spectre des médiateurs solubles (ou cytokines) [29, 30] produits par les cellules immunitaires présentes in situ, en relation, pour partie, avec le fond génétique de l’animal infecté [16, 53]. Cet équilibre entre protection et immunopathologie a été observé chez des chèvres expérimentalement infectées par le CAEV et réparties en deux groupes, « progresseurs » et « régresseurs » [9]. Le rôle des anticorps lors d’infections par les SRLV est très controversé : des anticorps neutralisant les virus ont été mis en évidence sans que l’on puisse rattacher leur présence à une activité de contrôle de la charge virale [11]. Le rôle « négatif » des anticorps a été confirmé lors de plusieurs observations qui ont montré une relation entre des taux élevés d’anticorps anti-SU et le degré de sévérité de la maladie chez les animaux infectés [4, 25, 36], y compris lors d’essais de vaccination [35, 56]. En revanche, des chèvres vaccinées avec des préparations qui favorisent l’immunité à médiation cellulaire seraient plus à même de contrôler le virus lors d’une épreuve virulente [5, 8].

Ainsi, les SRLV semblent avoir trouvé un équilibre presque parfait avec leurs hôtes naturels : ce sont de « gentils prédateurs » qui gèrent efficacement leurs populations de proies potentielles. Les manifestations cliniques constatées chez un tiers des animaux infectés seraient davantage liées à une réponse immunitaire déviante qu’à une stratégie du virus.

Manifestations cliniques

1. Arthrite-encéphalite caprine virale

Le terme d’arthrite-encéphalite caprine traduit partiellement la réalité lésionnelle de la maladie [12, 13, 37]. En effet, l’AECV est susceptible d’affecter de très nombreux organes, tels que la mamelle, le poumon, le rein ou l’utérus, et ces lésions sont fréquemment associées chez un même animal.

Symptômes articulaires

Cliniquement, les symptômes articulaires sont les plus fréquemment observés. Les articulations touchées montrent un gonflement péri-articulaire (« gros genoux »), un épaississement de la capsule articulaire et une calcification de la capsule et des tendons (^{PHOTO 1}). À la différence des arthrites d’origine bactérienne, les articulations ne deviennent douloureuses que lors de la phase terminale de la maladie. Les articulations les plus fréquemment atteintes sont les carpes, avec une localisation le plus souvent bilatérale (^{PHOTO 2}).

Les symptômes apparaissent généralement chez des animaux âgés de plus de un an, la fréquence étant la plus élevée chez les animaux de trois à quatre ans. Les arthrites sont très rares chez des chevrettes de moins de trois mois, à la différence des encéphalites [27]. Chez des animaux âgés de moins de un an, les autres causes d’arthrite (mycoplasmes par exemple) doivent être recherchées.

Symptômes mammaires

Présentes chez seulement 23 % des animaux séropositifs [27], les mammites sont moins facilement mises en évidence, bien qu’elles contribuent largement à la transmission du virus. Chez la chèvre adulte, elles sont caractérisées par une atrophie progressive, le plus souvent unilatérale, de la mamelle (déséquilibre de la mamelle). Chez la chevrette, cette atrophie de la mamelle apparaît lors de la première mise bas. L’organe présente alors un aspect extrêmement ferme, que les éleveurs qualifient de « pis de bois ».

Autres symptômes

Les symptômes respiratoires se traduisent par de la dyspnée et sont plus rares. Exceptionnellement, on observe parfois des bursites du ligament cervical.

En dépit de son intérêt historique, la forme encéphalique est rare (moins de 1 % des animaux infectés). Les symptômes sont ceux d’une paralysie progressive ascendante qui évolue d’une façon apyrétique en quelques semaines jusqu’à la quadriplégie. La forme nerveuse touche les animaux âgés de deux à quatre mois (photo 3). À la différence des moutons atteints d’encéphalite, les chèvres restent vigiles longtemps et continuent à manger normalement.

2. Maedi-visna

Le syndrome maedi-visna des ovins se manifeste sous deux formes : une maladie pulmonaire, le maedi, et une maladie nerveuse, le visna.

Ce sont les symptômes respiratoires (forme maedi) qui dominent. Ils se manifestent à partir de deux à trois ans sous forme de dyspnée. Les animaux atteints sont souvent repérés en raison de leur difficulté à suivre le reste du troupeau. Les moutons atteints perdent progressivement du poids et survivent rarement au-delà d’une année après l’apparition des premiers signes pulmonaires. Des mammites apparaissent mais elles sont plus difficilement détectées que chez la chèvre. Le signe le plus caractéristique de l’infection par le MVV chez la brebis est la lente croissance des agneaux nés de cet animal (^{PHOTO 4}).

En Europe, les symptômes articulaires et les symptômes nerveux (forme visna) du maedi-visna sont rares.

Diagnostic

Seules 30 % des chèvres ou brebis infectées par les SRLV développent des manifestations cliniques, qui évoluent lentement. Ces deux caractéristiques des infections à lentivirus illus-trent l’importance du diagnostic par les méthodes de laboratoire.

1. Diagnostic sérologique

Le diagnostic sérologique est le plus accessible en cas de suspicion d’infection lentivirale des moutons (atteintes pulmonaires, mammites) ou des chèvres (arthrites, polyarthrites). Il repose sur les techniques d’immunodiffusion en gélose (IDG) ou immuno-enzymatiques (Elisa, Western Blot).

Bien que demeurant prescrite par l’OIE⁽¹⁾ lors d’échanges d’animaux, l’IDG [26] est peu à peu remplacée par l’Elisa pour la détection des anticorps circulants contre le MVV et le CAEV. En effet, contrairement à l’Elisa, l’IDG, quoique spécifique, manque singulièrement de sensibilité et de précocité pour détecter la séroconversion des animaux atteints [45].

En France, l’IDG gp135 (micro-immunodiffusion) a été abandonnée dès 1999 au profit de l’Elisa dans le cadre du plan officiel de lutte contre le MVV⁽²⁾. Elle avait remplacé l’IDG p28 mais des difficultés de lecture sont apparues en raison de la réduction de la taille des puits dans la gélose. L’IDG p28 a également été remplacée par l’Elisa pour le diagnostic du CAEV⁽³⁾.

Les tests Elisa fournis par les producteurs diffèrent par la nature de l’antigène (virus entier, protéines recombinantes, peptides) [26], leur sensibilité et leur spécificité. Une harmonisation est donc nécessaire et fait partie des missions de l’action européenne COST 834 mise en place en 1998 [44].

L’immunoblot (Western Blot) [22, 67] améliore la sensibilité et est considéré comme la méthode sérologique de référence. Il constitue généralement le deuxième test lors de sérums douteux en Elisa. Toutefois, son coût demeure élevé, et certains résultats sont ininterprétables en raison de la variabilité des souches virales du terrain. Des observations récentes ont indiqué que des animaux naturellement infectés pouvaient développer des anticorps réagissant avec des motifs antigéniques spécifiques de la souche infectante, d’où l’importance de connaître les propriétés antigéniques et génétiques des souches de SRLV circulantes afin d’adapter les techniques de diagnostic sérologique.

Le choix de la technique à mettre en œuvre dépend des objectifs recherchés (dépistage de groupe ou éradication), les méthodes les plus fines étant les plus onéreuses.

Compte tenu de la complexité de la réponse immunitaire des animaux infectés (certains d’entre eux ne développent aucun anticorps !) et de la variabilité des souches de lentivirus, l’idée générale à retenir est qu’il n’existe pas une seule technique permettant à coup sûr de caractériser le statut d’un animal isolé.

2. Diagnostic virologique

La mise en évidence du virus est particulièrement délicate et elle est réalisée uniquement dans les laboratoires spécialisés. Elle consiste à isoler les lentivirus à partir des cellules cibles infectées (cellules mononucléées du sang, explants de tissus après autopsie, macrophages alvéolaires) par coculture ou après explantation sur des cellules permissives de plexus choroïdes de mouton (pour le MVV) ou de membranes synoviales de chèvre (pour le CAEV).

Il a été démontré que, chez des animaux infectés expérimentalement, le virus devient parfois indétectable après quelques semaines et parfois pendant plusieurs mois, ce qui montre que l’isolement de celui-ci ne peut être utilisé comme outil de diagnostic : seul un résultat positif doit être pris en compte.

Les techniques de la biologie moléculaire (PCR, RT-PCR, PCR in situ) mises en œuvre depuis une décennie dans les laboratoires de recherche ont été appliquées aux SRLV [32, 68]. Malgré de nombreuses publications, ce diagnostic sensible demeure encore aujourd’hui inconstant en raison de la variabilité génétique des isolats de SRLV [55]. Ce problème est aggravé par la charge virale très faible, typique des infections à lentivirus chez les petits ruminants.

Éléments d’épidémiologie

1. Modes de transmission des virus MVV et CAEV

L’infection se transmet essentiellement de la mère au jeune par le colostrum et le lait pendant la période néonatale. La contamination horizontale par voie aérienne a probablement été sous-estimée. Elle pourrait expliquer, avec les insuffisances de la sérologie, les difficultés à éradiquer durablement les virus dans les troupeaux [7, 46]. Épidémiologiquement et historiquement, le mode de contagion par le lait permet de comprendre l’extension particulière et les forts taux de prévalence observés en élevage laitier intensif. La voie mammaire doit être également considérée comme un mode prépondérant d’infection horizontale, essentiellement lors de traite mécanique, comme le met en lumière l’accroissement de la séroprévalence selon le stade de lactation des animaux.

La transmission intra-utérine des SRLV est sujette à controverse. Bien que de rares observations tendent à démontrer la possibilité d’une transmission du virus in utero [15, 17], les études fondées sur les résultats des plans d’éradication (France, Suisse, Allemagne) rapportent le risque très faible d’une telle transmission. Enfin, même s’il est possible de retrouver du virus dans le sperme de boucs séropositifs [62], une telle voie de transmission n’a toutefois pas été démontrée en pratique.

2. Importance des infections à lentivirus

Une multitude d’enquêtes de séroprévalence ont mis en évidence la présence des lentivirus des petits ruminants dans de nombreux pays et sur tous les continents.

En France, la première souche de MVV a été identifiée en 1980 [54]. Une première enquête sérologique (IDG) datant de 1981 faisait ressortir que 49 % des élevages enquêtés étaient infectés. Un taux de prévalence de 83 % était trouvé pour la race texel chez les éleveurs volontaires pour le plan de lutte contre le maedi-visna. En 1991, pour les races laitières et rustiques, les proportions d’élevages atteints étaient élevées (70 %) [6, 18, 54]. Ces données de prévalence ont été obtenues par sondages avant la mise en place du plan (élevages adhérents à une UPRA). Pour les élevages hors UPRA, les évaluations des prévalences sont du même ordre, voire supérieures.

L’importance du passage entre espèces sensibles (mouton/chèvre ; petits ruminants domestiques/ faune sauvage) ne doit pas être sous-estimée (l’infection expérimentale de chèvres avec le MVV ou de moutons avec le CAEV a été possible), sans pour autant être surestimée [3, 60]. Le fait que le CAEV soit reconnu en Australie et en Nouvelle-Zélande sans MVV chez les nombreux moutons de ces pays va plutôt dans le sens de l’absence de passage du virus CAEV au mouton. Cependant, aucune étude séro-épidémiologique n’a été réalisée pour confirmer l’absence d’infection à lentivirus chez les moutons australiens ou néo-zélandais. En revanche, un passage du virus ovin à des chèvres a été rapporté en Suisse lors d’un mélange d’animaux au cours d’une foire-exposition : le génome des virus isolés chez les chèvres présentes à cette exposition et infectées ensuite était plus proche de celui du virus ovin que de celui du virus caprin. Cependant, la réussite du plan CAEV en Suisse (voir l’encadré « Éradication du maedi-visna et de l’AECV en Suisse »), qui ne prend pas en compte le maedi-visna des moutons, est en faveur de la rareté de l’échange de virus entre moutons et chèvres.

Éradication des lentivirus des petits ruminants

En raison de la complexité des infections à lentivirus chez le mouton et chez la chèvre, caractérisées par une transmission de la mère au jeune via le colostrum et/ou le lait, par une possibilité de transmission horizontale du virus, par une charge virale faible et une lente séroconversion, l’éradication du MVV et du CAEV est une entreprise hasardeuse. L’élimination des animaux présentant des signes cliniques ne signifie nullement celle de l’infection. Plusieurs programmes de contrôle des infections à lentivirus ont été mis en place dans divers pays au cours des deux dernières décennies [1, 18, 20, 21, 23, 65, 49]. L’Islande est le seul pays où un plan drastique d’élimination totale des troupeaux cliniquement positifs a permis d’obtenir l’éradication de la maladie au prix d’un effort financier important. Ce succès a été favorisé par l’insularité du pays qui permet un contrôle strict des animaux importés [41, 47].

En France, le plan de lutte contre le maedi-visna appliqué depuis 1988 repose sur le volontariat. Il est géré par France UPRA Sélection. Les éleveurs participants sont inscrits à des UPRA et le plan concerne 17 UPRA (23 races), soit 1081 troupeaux (environ 300 000 brebis en 1999). Sont concernées les races à vocation exportatrice de reproducteurs ou de semence, des races laitières afin d’améliorer le potentiel génétique laitier, ainsi que des races rustiques afin d’accroître le potentiel génétique viande.

Le protocole d’assainissement des élevages est fonction du taux d’infection. Si ce dernier est inférieur à 10 %, les brebis séropositives et leur descendance sont séparées et éliminées. Si le taux est supérieur à 10 %, la séparation à la naissance avec allaitement artificiel s’étant avérée trop difficile, le troupeau est assaini par abattage total suivi de renouvellement.

Pour les élevages où le dépistage s’est révélé négatif, un système de qualification a été institué : la qualification « officiellement indemne » impose des contrôles de la totalité de l’effectif, alors que la qualification « indemne » repose sur des contrôles par sondage et n’est pas reconnue pour l’exportation.

Pour l’AECV, un plan assez similaire a été mis en place. Jusqu’à maintenant, les résultats obtenus sont peu convaincants⁽⁴⁾.

Dans les programmes de lutte impliquant le chauffage du colostrum et/ou du lait afin de détruire les virus présents avant distribution aux agneaux et/ou aux chevreaux [48], il est important de rappeler que la courbe d’inactivation du lait suit une asymptote. Des erreurs de conduite de cette thermisation, qui permet la distribution du colostrum malgré la présence de virus chez la mère, expliquent une partie des échecs enregistrés dans ce type d’entreprise.

Les programmes de lutte contre les lentivirus sont l’objet de nombreuses interrogations. Cependant, appliqués correctement, ils ont contribué à diminuer significativement l’importance de la maladie clinique (voir l’encadré « Éradication du maedi-visna et de l’AECV en Suisse »).

• (1) OIE : Office international des épizooties.

• (2) MVV : laboratoire de référence : Afssa Sophia-Antipolis.

• (3) CAEV : laboratoire de référence : Afssa Niort.

• (4) Une analyse du plan de lutte contre l’AECV en France et de son échec relatif est présentée dans l’article « Arthrite-encéphalite caprine à virus : aspects épidémiologiques et importance en production caprine ». Point Vét. 1998 ; 29(194)nbsp;: 829-837.