Examens complémentaires en dermatologie : comment optimiser les prélèvements en pratique équine ?

Les examens complémentaires font partie intégrante de la consultation de dermatologie vétérinaire. En effet, d’une part, la sémiologie des affections cutanées, bien que très diverse, manque de spécificité et, d’autre part, les lésions primaires, les plus spécifiques, ont souvent disparu, laissant place aux lésions secondaires. La majorité des examens complémentaires peuvent être mis en œuvre facilement par le vétérinaire et bon nombre d’entre eux sont à résultats immédiats. Un équipement de base est néanmoins nécessaire (encadré 1).

Quelle est la place des examens complémentaires dans la démarche diagnostique ?

Une fois l’anamnèse recueillie et l’examen général et du territoire cutané réalisé, vient l’étape la plus difficile : émettre des hypothèses diagnostiques en les classant de la plus probable à la moins probable. Chaque hypothèse doit être confirmée ou infirmée à l’aide de l’examen complémentaire le plus approprié. Par exemple, dans l’hypothèse d’une gale chorioptique, un brossage des quatre paturons sera beaucoup plus sensible qu’une biopsie cutanée, pour laquelle la probabilité de mettre au jour un choriopte, lors de l’examen histopathologique, est infime. Le résultat de ces examens complémentaires doit aboutir au diagnostic permettant la mise en place d’un traitement adapté. Même si la réalisation de la plupart des examens complémentaires est aisée et rapide, leurs lecture et interprétation peuvent être laborieuses. Néanmoins, il est généralement possible d’examiner les prélèvements avec un certain délai, en attendant que le praticien soit disposé à les regarder, et cela d’autant plus en pratique équine.

Les examens complémentaires à résultats immédiats

Les examens complémentaires à résultats immédiats comprennent les examens directs, ne nécessitant aucune coloration, et les examens indirects, qui requièrent un temps de coloration avant lecture. Brossage, raclage cutané, trichogramme et calques cutanés sont faciles à réaliser, ne nécessitent que très peu de matériel et permettent, dans la grande majorité des cas, d’établir le diagnostic.

Les examens directs

Les examens directs ne nécessitent aucune coloration. Les techniques de prélèvement sont diverses, mais la préparation du matériel récolté est similaire pour chacune : ce dernier est déposé, dans tous les cas, dans un milieu d’observation (lactophénol ou huile minérale), entre une lame et une lamelle, de préférence de la même taille afin d’éviter de perdre du matériel. Les éléments récoltés doivent être bien mélangés au lactophénol ou à l’huile et étalés en la plus fine couche possible, afin de faciliter la lecture.

Ensuite, l’observation se fait au microscope, à l’objectif × 4 ou × 10, en prenant soin de fermer le diaphragme (^{photos 1} et ²). Enfin, toute la lame doit être parcourue de façon systématique en effectuant une lecture en créneau.

Le brossage

Le brossage est indiqué pour la recherche de tous les ectoparasites vivant à la surface de la peau ou dans l’épaisseur de l’épiderme et il est particulièrement performant pour la recherche de chorioptes lors de pododermatite chez les chevaux de race lourde [¹, ⁷, ¹⁰].

Une feuille de journal est placée sous chaque pied, puis le pelage est brossé, vigoureusement, à rebrousse-poil, à la main ou à l’aide d’une brosse à dents. Le matériel récolté est ensuite mis dans un pot de prélèvement, puis réparti sur des lames porte-objets. Il est essentiel de ne pas trop charger les lames de matériel, de bien diluer et d’étaler celui-ci en couche fine avant la lecture, puis de s’armer de patience. La réalisation de plusieurs lames est indispensable, afin d’augmenter les chances d’observer le parasite. La présence ou non de parasites doit être interprétée au regard de l’anamnèse et de l’examen clinique.

Récolte à l’aide de cellophane adhésive

L’emploi de cellophane adhésive est une solution alternative au brossage, pour récolter des ectoparasites vivant sur la peau. Cet examen augmente la surface de récolte, est conseillé pour la recherche de poux ou de thrombiculidés et peut être utilisé lors de gale chorioptique, de gale psorotique, d’infestation par Dermanyssus gallinae [¹, ⁷, ⁸]. Il est aussi utilisé pour l’identification d’œufs d’oxyure au niveau de la région périanale [⁷]. Pour la recherche de chorioptes, en cas de résultat négatif, un brossage est indiqué.

Un morceau de cellophane adhésive (de type Scotch® crystal) est pressé contre la peau, après avoir écarté les poils, plusieurs fois de suite à des endroits différents, puis est appliqué sur une lame porte-objet comportant une goutte de lactophénol ou d’huile minérale.

Le raclage cutané

Le raclage cutané est essentiellement utilisé pour la recherche des ectoparasites vivant soit à la surface de la peau, soit en profondeur de l’épiderme, soit dans les follicules pileux. En médecine équine, il permet d’établir le diagnostic de démodécie (rarissime), de dermatite à Pelodera sp., des gales chorioptique, psoroptique et sarcoptique et de thrombiculose [¹, ⁷, ¹⁰, ¹²]. Cet examen est aussi utile pour la recherche de poils infectés par des dermatophytes.

Il s’agit, tout d’abord, de sélectionner la zone de prélèvement la plus pertinente. Par exemple, lors de suspicion de gale, il convient d’éviter les zones lichénifiées et de préférer celles présentant des lésions débutantes ou primaires (papules, érythème et croûtes). Puis, une tonte douce des lésions est souvent nécessaire. Le prélèvement s’effectue ensuite avec une lame de scalpel émoussée, préalablement enduite de lactophénol ou d’huile minérale. Un peu du liquide est déposé sur la peau de la zone à racler. La lame est maintenue perpendiculairement à la peau et celle-ci est raclée, toujours dans le même sens. Le produit de raclage est placé, entre lame et lamelle, dans du lactophénol ou de l’huile minérale.

La profondeur du raclage dépend du parasite recherché : pour Sarcoptes sp., Demodex sp. ou Pelodera sp., le raclage doit être profond, jusqu’à la rosée sanguine ; pour les autres ectoparasites, un raclage plus superficiel suffit. Enfin, le prélèvement est réalisé sur plusieurs zones d’environ 1 cm². Plus le nombre de raclages est important, plus la probabilité de trouver le parasite augmente. La mise en évidence d’un parasite, de ses œufs ou de ses déjections, conduit au diagnostic. Si l’absence de Demodex sp. sur plusieurs raclages profonds exclut l’hypothèse de démodécie, il n’en est pas de même pour les autres parasites, particulièrement si le contexte, épidémiologique et clinique, est très évocateur. Les faux négatifs restent fréquents et sont dus soit à un mauvais choix des lésions, soit à des difficultés techniques, ou encore à une observation trop rapide des prélèvements. Dans ce cas, il est conseillé de renouveler ces derniers.

Les poils teigneux sont en général cassés au ras de la surface et sont, par conséquent, difficiles à épiler. Un raclage profond d’une zone lésionnelle permet de récolter tous les fragments de poils infectés persistant dans les follicules pileux (^{photos 3} et ⁴) [¹].

Le trichogramme

Le trichogramme est un examen qui permet de mettre en évidence des éléments figurés, tels que des lentes, des spores et des filaments fongiques, ainsi que d’évaluer l’aspect et la structure des poils, par exemple pour confirmer le rôle traumatique des démangeaisons lors d’alopécie ou pour la recherche d’anomalies du poil d’origine héréditaire ou congénitale [¹, ², ⁷, ¹⁰, ¹¹].

Une vingtaine de poils, en zone lésionnelle, doivent être épilés avec le bout des doigts ou à l’aide d’une pince hémostatique, dans le sens de pousse du poil. Si une dermatophytose est suspectée, il est conseillé d’utiliser du lactophénol plutôt que de l’huile minérale et de laisser reposer les prélèvements quelques heures. Le lactophénol éclaircira la préparation, facilitant l’observation des filaments fongiques.

Un examen détaillé des poils, de la pointe vers le bulbe, met en évidence :

- des extrémités fracturées, indiquant la présence de démangeaisons ;

- des malformations de la tige.

Enfin, l’examen des bulbes permet de déterminer le stade du poil, anagène ou télogène, afin de quantifier le nombre de bulbes en phase anagène (en forme de “crosse de golf”, souvent pigmentés, avec présence de la gaine épithéliale interne) et de bulbes en phase télogène (en forme de massue, souvent non pigmentés). Les animaux adultes sains présentent un mélange de poils en phases anagène et télogène dont le rapport varie, entre autres, selon la race, la saison et de nombreux facteurs environnementaux ou internes. Par conséquent, l’interprétation de la valeur de ce rapport doit se faire avec précaution.

Néanmoins, un trichogramme ne montrant que des poils en phase télogène est anormal et en faveur d’un effluvium télogène ou d’un arrêt du cycle folliculaire.

L’examen en lumière de Wood

L’examen en lumière de Wood est peu adapté à une pratique ambulatoire mais peut être réalisé dans une salle de consultation, pour la recherche de Microsporum equinum. Chez les équidés, les dermatophytes les plus fréquents sont Trichophyton equinum, Microsporum canis var. equinum, T. mentagrophytes, M. gypseum, T. verrucosum, mais seul M. equinum émet une fluorescence. La lampe de Wood est donc rarement utilisée en pratique équine. Elle produit une lumière ultraviolette qui révèle la fluorescence jaune-verte émise par la ptéridine, synthétisée dans les filaments du dermatophyte [¹, ², ¹⁰, ¹¹].

L’examen du pelage éclairé par la lampe de Wood se fait dans une pièce obscure, après un chauffage de quelques minutes. L’éclairage des lésions doit être suffisamment long pour activer la fluorescence. Les poils positifs peuvent être prélevés pour mise en culture ou examen au microscope.

Il est recommandé de faire attention aux fluorescences, de couleur autre que jaune-verte, émises par des poussières, des squames et des croûtes ou induites par certains produits fluorescents (kératine, certains savons, etc.). Inversement, la povidone iodée l’inhibe [¹⁰].

L’examen direct des poils ou la culture fongique restent les examens de choix lors de suspicion de dermatophytose. Toutefois, la pousse d’un dermatophyte lors d’une culture fongique ne prouve pas l’implication du dermatophyte dans l’induction des lésions. Seuls les examens direct et histopathologique de biopsies cutanées prouvent l’infection fongique.

Les examens indirects : cytologie

Les examens de cytologie sont cruciaux en dermatologie. Il s’agit de déterminer, principalement, la nature de la lésion (inflammatoire ou néoplasique) et les différentes populations cellulaires observées, ainsi que d’identifier les éventuels éléments figurés, bactéries et éléments fongiques.

La technique de prélèvement est choisie selon le type de lésions. Par exemple, un calque avec du ruban adhésif est utilisé en cas de lésions “sèches”, telles qu’un érythème, une lichénification, ou des lésions de certaines zones corporelles (exemple : pli du paturon). Les prélèvements sont séchés à l’air libre, puis colorés avec un kit de coloration rapide de type RAL 555®. Enfin, la lame colorée est rincée puis séchée, avec précaution, à l’aide d’un papier absorbant ou d’un sèche-cheveux. Cette étape est indispensable pour un examen à l’immersion de qualité.

L’examen microscopique se fait à l’objectif à immersion (grossissement × 1 000) en prenant bien soin d’ouvrir le diaphragme du microscope.

Calque sur lame par étalement ou impression

Un calque sur lame, par étalement ou impression, est préféré en cas de lésions “humides”, telles qu’une pustule, une vésicule, une fistule, une érosion, un ulcère, la surface inférieure d’une croûte ou une séborrhée [¹, ¹⁰]. Il s’agit d’appliquer fermement une lame porte-objet sur la lésion cutanée. Lors de dermatose pustuleuse, une pustule est ouverte avec la pointe d’une aiguille, puis la lame est appliquée sur la pustule. Lors de dermatose croûteuse (dermatophilose, par exemple), la face inférieure d’une croûte peut être pressée contre une lame ou cette dernière appliquée contre l’érosion découverte par l’arrachage de la croûte. Si les croûtes sont très sèches, il est possible de les écraser dans quelques gouttes de sérum physiologique, puis de les broyer finement à l’aide d’un pilon et d’un mortier. Le mélange obtenu est étalé en très fine couche sur une lame porte-objet. Les lames sont séchées avant coloration.

Calque sur lame par étalement du produit d’une ponction à l’aiguille fine

Cette technique est indiquée lors de nodules, de tumeurs, de kystes ou, encore, lors d’infiltrat dermique, de granulome éosinophilique, par exemple [¹, ¹⁰]. Après tonte et désinfection de la lésion, une aiguille de 23 G montée sur une seringue de 2,5 ou 5 ml est introduite dans la lésion. Des aspirations successives sont réalisées en tirant et en relâchant le piston de la seringue. Ceci est fait plusieurs fois en changeant l’orientation de la seringue ou la profondeur de l’aiguille. Le contenu de l’aiguille est expulsé sur une lame en verre et délicatement étalé.

Cytologie de surface à l’aide de ruban adhésif

Cette méthode est très adaptée à la recherche de bactéries ou de Malassezia [¹, ¹⁰]. Après avoir bien écarté les poils, le centre d’un morceau de ruban adhésif est pressé sur la peau, en prenant soin de ne pas fixer les bords. Puis le morceau de ruban adhésif est collé à une extrémité de la lame. Il est indispensable d’utiliser un ruban de type Scotch® Crystal, vraiment transparent, et non de type Scotch® Magic, légèrement opaque et ne permettant pas une bonne observation. Il est conseillé de ne pas passer le ruban dans le premier bain de fixateur, car il deviendrait opaque, ce qui rendrait la lecture impossible, mais de le plonger directement dans le deuxième (éosine).

Résultats et interprétation des examens cytologiques

L’examen au microscope est réalisé, d’abord, à faible grossissement pour choisir une zone représentative de l’ensemble du prélèvement. Puis, il est fait à l’immersion.

Les cellules cutanées sont principalement des cornéocytes anucléés. Ils sont aplatis, polygonaux, colorés en violet-bleu et sont souvent enroulés sur eux-mêmes comme un parchemin. Lorsque la peau est pigmentée, ils contiennent des grains de mélanine (mélanosomes), colorés en brun ou noir, qui ne doivent pas être confondus avec des bactéries (^{photo 5}) [¹]. Rarement, des kératinocytes de la couche granuleuse sont visibles et contiennent des grains de kératohyaline, de taille variable, colorés en violet-bleu, qui doivent être différenciés aussi des bactéries. Lors de certaines dermatoses, comme le pemphigus foliacé, leur morphologie est fortement modifiée : ce sont alors des kératinocytes acantholysés, de forme arrondie, avec un noyau central bien visible et un cytoplasme très basophile, plus ou moins entourés de polynucléaires neutrophiles non dégénérés (^{photo 6}).

Les bactéries sont colorées en violet-bleu foncé par les kits de colorations classiques (RAL 555®). Bien qu’il soit impossible en cytologie d’identifier l’espèce bactérienne, les coques sont aisément distingués des bacilles, ce qui est suffisant, dans la plupart des cas, pour instaurer une antibiothérapie adaptée. Les coques sont les bactéries les plus fréquemment retrouvées à la surface de la peau et sont, en grande majorité, des Staphylococcus pseudintermedius ou des S. aureus. Elles sont colorées en violet-bleu foncé, sont rondes et disposées par groupe de deux ou plus (^{photo 7}). Lors de dermatophilose, Dermatophilus congolensis s’organise en filaments ramifiés, composés de deux rangées, ou plus, de bactéries coccoïdes formant un réseau en “chemin de fer” (^{photo 8}) [⁴].

Les spores de dermatophytes sont des éléments ronds, colorés en bleu foncé, entourés d’un fin halot clair (^{photo 9}). L’identification de l’espèce est impossible à la cytologie et une telle trouvaille devra conduire à une culture fongique pour identifier précisément le champignon.

Les levures, Malassezia spp. et Candida sp., sont peu fréquentes chez les équidés. Néanmoins, Malassezia spp. est couramment rencontrée dans les zones corporelles, chaudes et humides, comme les mamelles ou le périnée [¹⁵]. Les Malassezia spp. sont des éléments ronds, ovales ou ayant l’aspect caractéristique d’une “bouteille de Perrier” lorsqu’elles bourgeonnent (^{photo 10}) [¹].

Lors de pyodermite, l’étude des populations de cellules inflammatoires est indispensable pour caractériser la profondeur du processus, élément clé dans le choix et la durée du traitement antibactérien. La présence exclusive de polynucléaires neutrophiles indique une atteinte superficielle (folliculite bactérienne, par exemple). Dans ce cas, de nombreux coques, extracellulaires ou intracellulaires (images de phagocytose), sont observés. La présence d’hématies et de macrophages traduit une atteinte profonde (furonculose, pyogranulome, cellulite).

L’observation de nombreux polynucléaires éosinophiles, lors de granulome éosinophilique, par exemple, évoque, en priorité, une hypothèse parasitaire ou un phénomène d’hypersensibilité.

Les examens à résultats différés en pratique équine

Biopsies cutanées

Dans de nombreuses dermatoses, la réalisation de biopsies cutanées est nécessaire au diagnostic (encadré 2). L’interprétation de l’examen histopathologique implique de prendre en compte les données anamnestiques et cliniques. Ainsi, une anamnèse précise, des photographies des lésions et des biopsies de bonne qualité technique sont indispensables au dermatopathologiste pour orienter ou établir le diagnostic, le diagnostic final étant du ressort du clinicien.

La biopsie doit être réalisée le plus précocement possible, afin d’éviter les altérations, non spécifiques, dues à la chronicité (encadré 3). Les anti-inflammatoires, en particulier les glucocorticoïdes, peuvent fortement influencer l’aspect des lésions microscopiques. Une abstinence corticoïde, d’au minimum 15 jours, est recommandée avant la réalisation de biopsies cutanées. De plus, les changements histologiques causés par des infections secondaires, bactériennes ou fongiques, peuvent modifier les caractéristiques histopathologiques de la dermatose. Il est donc conseillé d’éliminer toute infection, avec un traitement antibactérien ou antifongique approprié, avant de réaliser les biopsies.

Seule une coupe des poils, délicate, aux ciseaux, est utile avant de biopsier, afin qu’ils ne s’emmêlent pas dans la suture. Toute autre préparation est inutile, voire nuisible, car elle risquerait d’enlever des éléments importants pour le diagnostic (pustules, vésicules, croûtes, empilement de squames, etc.). La seule exception est la biopsie réalisée pour culture bactérienne.

Lorsqu’elles concernent le tronc et si le tempérament du cheval le permet, les biopsies cutanées sont réalisées sous anesthésie locale. Un à deux ml de lidocaïne sont injectés dans le tissu sous-cutané du site de biopsie. Pour des zones plus sensibles, comme les membres, une sédation associée à une anesthésie régionale est nécessaire (^{photo 11}).

Les biopsies sont, le plus souvent, réalisées à l’aide d’un trépan à biopsie d’une taille minimale de 6 mm. Le trépan à biopsie est appliqué sur la zone choisie et tourné, toujours dans le même sens pour éviter les artefacts de striction, jusqu’à atteindre le tissu sous-cutané. La biopsie est ensuite délicatement saisie par la profondeur, pour ne pas détériorer le derme et l’épiderme avec la pince. Elle est doucement roulée dans une compresse afin d’éliminer le sang, puis immédiatement plongée dans un pot de formol pour éviter l’autolyse des tissus qui intervient très rapidement.

Afin d’augmenter les chances d’obtenir l’ensemble des lésions histologiques, il est conseillé de réaliser, au minimum, trois prélèvements ou un prélèvement par type de lésion, et de veiller à le faire sur toute l’épaisseur de la peau. Il est judicieux de prévoir un pot de formol, identifié, par type de lésion.

Une fois la biopsie récupérée, une antisepsie du site peut être réalisée, avant la suture pour laquelle un point en X est, généralement, suffisant. Lors de biopsie en dessous du carpe ou du tarse, la suture n’est pas recommandée et un pansement compressif laissé 24 à 48 heures est conseillé.

Culture bactérienne

Dans le contexte actuel d’antibiorésistance, la culture est un examen indispensable lors d’affections bactériennes, surtout si un traitement antibiotique de première ligne a échoué, ou lors d’affections dites stériles, pour confirmation [³, ⁹].

En présence de lésions fermées (pustules, furoncles, etc.), celles-ci sont percées à l’aide d’une aiguille et le pus est récolté délicatement sur un écouvillon.

Lors de pyodermite chronique ou profonde, une biopsie cutanée est réalisée, après une asepsie chirurgicale de la peau. Une fois la biopsie récupérée, l’épiderme est coupé à l’aide d’une lame stérile et seule la partie profonde du derme est envoyée au laboratoire pour culture.

Culture fongique

Indispensable pour une identification d’espèce, la culture fongique doit être réalisée après un léger nettoyage de la peau et des poils avec de l’alcool à 70 °C pour éviter les contaminations bactériennes [¹, ¹¹, ¹⁴]. Un morceau de moquette, préalablement stérilisé, ou une brosse à dents neuve sont frottés sur les lésions. Il est déconseillé d’utiliser les milieux de type dermatophyte test medium (DTM) en clinique, car leur interprétation est souvent délicate, l’intervention d’un laboratoire de mycologie vétérinaire étant, dans la plupart des cas, primordiale.

Conclusion

Les examens complémentaires en dermatologie sont nombreux et facilement réalisables. Choisis de manière pertinente, les examens à résultats immédiats sont peu coûteux et permettent souvent d’établir le diagnostic. Lorsque cela n’est pas possible, d’autres examens complémentaires à résultats différés, tels que des biopsies cutanées ou une culture fongique, doivent être réalisés.

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